Dental Floss-derived Biological Sample Collection， DNA Extraction and STR Typing

doi:10.12116/j.issn.1004-5619.2024.540404

Abstract

Abstract:

Objective To evaluate the forensic application value of used dental floss as a source of biological evidence for individual identification by analyzing the effects of dental floss sample collection methods, DNA extraction methods, preservation conditions, and sampling sites on the success rate of STR typing. Methods Dental floss samples were collected using three techniques: direct cutting, cotton swab wiping, and flocked swab wiping, respectively. DNA was extracted respectively by the Chelex, spin column-based and magnetic bead-based methods. DNA quantification and STR typing were performed using the Qubit kit and FGI HumDNA Typing kit （Platinum）, respectively. Storage environments （temperature and humidity, ultraviolet radiation） and sampling locations （the floss part, the handle part） on DNA quantity and STR typing were evaluated. Results Through conducting a statistical analysis of three key indicators of average DNA mass concentration, STR locus detection rate, and typing accuracy rate, the direct cutting method demonstrated the highest efficacy, followed by cotton swab wiping mothed, and the flocked swab wiping method had the lowest efficacy. Direct cutting yielded an average DNA mass concentration greater than （4.94±1.87） ng/μL, with STR locus detection and accuracy rates of 100%. Bead-based DNA extraction method produced superior DNA concentration and quality compared to spin column-based and Chelex methods, regardless of whether the sampling technique used. Preservation conditions had a significant impact on the DNA analysis of samples. Particularly, the STR typing accuracy of samples preserved at 55 ℃/50%RH for 35 days dropped to （81.82±12.31）%, and that of samples exposed to ultraviolet radiation for 12 h dropped to （55.46±34.31）%. DNA concentration from the handle part of dental floss was extremely low, with an STR typing accuracy of only （30.91±27.35）%. Conclusion Using cotton swabs to wipe or directly cutting the thread of dental floss samples, and combining this approach with the magnetic bead method for DNA extraction, can best guarantee the concentration and quality of DNA. In addition, samples should be stored in low-temperature, low-humidity environment, protected from light and ultraviolet radiation.

Key words: forensic genetics, STR typing, sample collection, DNA extraction, dental floss

CLC Number:

Ze-qin LI, Fang YUAN, Na LIU, Jiang-wei YAN, Geng-qian ZHANG. Dental Floss-derived Biological Sample Collection， DNA Extraction and STR Typing[J]. Journal of Forensic Medicine, 2025, 41(3): 237-243.

Figures/Tables 4

References 37

[1]	STAVRAKIS A K， KOJIĆ S， PETROVIĆ B， et al. Performance evaluation of dental flosses pre- and post-utilization[J]. Materials，2022，15（4）：1522. doi：10.3390/ma15041522 .
[2]	LONDERO A B， REINIGER A P P， TAVARES R C R， et al. Efficacy of dental floss in the management of gingival health： A randomized controlled clinical trial[J]. Clin Oral Investig，2022，26（8）：5273-5280. doi：10.1007/s00784-022-04495-w .
[3]	PANDESHWAR P， DAS R. Role of oral fluids in DNA investigations[J]. J Forensic Leg Med，2014，22：45-50. doi：10.1016/j.jflm.2013.12.007 .
[4]	DONG H， WANG J， ZHANG T， et al. Comparison of preprocessing methods and storage times for touch DNA samples[J]. Croat Med J，2017，58（1）：4-13. doi：10.3325/cmj.2017.58.4 .
[5]	BUTLER J M. Forensic DNA testing[J]. Cold Spring Harb Protoc，2011，2011（12）：1438-1450. doi：10.1101/pdb.top066928 .
[6]	SWEET D， LORENTE M， LORENTE J A， et al. An improved method to recover saliva from human skin： The double swab technique[J]. J Forensic Sci，1997，42（2）：320-322.
[7]	苏芹，李玉峰，王静，等. 不同织物上血斑洗涤后DNA检验结果分析[J].中国法医学杂志，2015，30（1）：70-72. doi：10.13618/j.issn.1001-5728.2015.01.020 .
	SU Q， LI Y F， WANG J， et al. DNA examination of washed bloodstains on different fabric[J]. Zhongguo Fayixue Zazhi，2015，30（1）：70-72.
[8]	ZIĘTKIEWICZ E， WITT M， DACA P， et al. Current genetic methodologies in the identification of disaster victims and in forensic analysis[J]. J Appl Genet，2012，53（1）：41-60. doi：10.1007/s13353-011-0068-7 .
[9]	LI X B， WANG Q S， FENG Y， et al. Magnetic bead-based separation of sperm from buccal epithelial cells using a monoclonal antibody against MOSPD3[J]. Int J Legal Med，2014，128（6）：905-911. doi：10.1007/s00414-014-0983-3 .
[10]	VAN OORSCHOT R A， BALLANTYNE K N， MITCHELL R J. Forensic trace DNA： A review[J]. Investig Genet，2010，1（1）：14. doi：10.1186/2041-22 23-1-14 .
[11]	WALSH D J， COREY A C， COTTON R W， et al. Isolation of deoxyribonucleic acid （DNA） from saliva and forensic science samples containing saliva[J]. J Forensic Sci，1992，37（2）：387-395.
[12]	TSAI L C， SU C W， LEE J C， et al. The detection and identification of saliva in forensic samples by RT-LAMP[J]. Forensic Sci Med Pathol，2018，14（4）：469-477. doi：10.1007/s12024-018-0008-5 .
[13]	HOCHMEISTER M N， RUDIN O， AMBACH E. PCR analysis from cigaret butts， postage stamps， envelope sealing flaps， and other saliva-stained material[J]. Methods Mol Biol，1998，98：27-32. doi：10.1385/0-89603-443-7：27 .
[14]	CASEY L， ENGEN S， FRANK G. Quantitative analysis of the DNA distribution on cigarette butt filter paper[J]. J Forensic Sci，2013，58（2）：470-473. doi：10.1111/1556-4029.12091 .
[15]	SUJATHA G， PRIYA V V， DUBEY A， et al. Toothbrushes as a source of DNA for gender and human identification — A systematic review[J]. Int J Environ Res Public Health，2021，18（21）：11182. doi：10.3390/ijerph182111182 .
[16]	RIEMER L B， FAIRLEY D， SWEET D. DNA collection from used toothbrushes as a means to decedent identification[J]. Am J Forensic Med Pathol，2012，33（4）：354-356. doi：10.1097/PAF.0b013e318221be52 .
[17]	VERDON T J， MITCHELL R J， VAN OORSCHOT R A. Swabs as DNA collection devices for sampling different biological materials from different substrates[J]. J Forensic Sci，2014，59（4）：1080-1089. doi：10.1111/1556-4029.12427 .
[18]	VIVIANO M， WILLAME A， COHEN M， et al. A comparison of cotton and flocked swabs for vaginal self-sample collection[J]. Int J Womens Health，2018，10：229-236. doi：10.2147/IJWH.S15 7897 .
[19]	BROWNLOW R J， DAGNALL K E， AMES C E. A comparison of DNA collection and retrieval from two swab types （cotton and nylon flocked swab） when processed using three QIAGEN extraction methods[J]. J Forensic Sci，2012，57（3）：713-717. doi：10.1111/j.1556-4029.2011.02022.x .
[20]	MACHIDA M， KIBAYASHI K. Effectiveness of whole genome amplification prior to short tandem repeat analysis for degraded DNA[J]. Forensic Sci Int Genet，2020，49：102373. doi：10.1016/j.fsigen. 2020.102373 .
[21]	ROBERTSON J M， DINEEN S M， SCOTT K A， et al. Assessing PreCR^TM repair enzymes for restoration of STR profiles from artificially degraded DNA for human identification[J]. Forensic Sci Int Genet，2014，12：168-180. doi：10.1016/j.fsi gen.2014.05.011 .
[22]	ALAEDDINI R， WALSH S J， ABBAS A. Forensic implications of genetic analyses from degraded DNA — A review[J]. Forensic Sci Int Genet，2010，4（3）：148-157. doi：10.1016/j.fsigen.2009.09.007 .
[23]	HALL A， SIMS L M， BALLANTYNE J. Assessment of DNA damage induced by terrestrial UV irradiation of dried bloodstains： Forensic implications[J]. Forensic Sci Int Genet，2014，8（1）：24-32. doi：10.1016/j.fsigen.2013.06.010 .
[24]	LINDAHL T. Instability and decay of the primary structure of DNA[J]. Nature，1993，362（6422）：709-715. doi：10.1038/362709a0 .
[25]	AMBERS A， TURNBOUGH M， BENJAMIN R， et al. Assessment of the role of DNA repair in damaged forensic samples[J]. Int J Legal Med，2014，128（6）：913-921. doi：10.1007/s00414-014-100 3-3 .
[26]	LINDAHL T， NYBERG B. Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid[J]. Biochemistry，1972，11（19）：3610-3618. doi：10.1021/bi00769a018 .
[27]	TOZZO P， MAZZOBEL E， MARCANTE B， et al. Touch DNA sampling methods： Efficacy evaluation and systematic review[J]. Int J Mol Sci，2022，23（24）：15541. doi：10.3390/ijms232415541 .
[28]	BURRILL J， DANIEL B， FRASCIONE N. A review of trace “touch DNA” deposits： Variability factors and an exploration of cellular composition[J]. Forensic Sci Int Genet，2019，39：8-18. doi：10.1016/j.fsigen.2018.11.019 .
[29]	DALY D J， MURPHY C， MCDERMOTT S D. The transfer of touch DNA from hands to glass， fabric and wood[J]. Forensic Sci Int Genet，2012，6（1）：41-46. doi：10.1016/j.fsigen.2010.12.016 .
[30]	BONSU D O M， HIGGINS D， AUSTIN J J. Forensic touch DNA recovery from metal surfaces — A review[J]. Sci Justice，2020，60（3）：206-215. doi：10.1016/j.scijus.2020.01.002 .
[31]	BENSCHOP C C G， WIEBOSCH D C， KLOOSTERMAN A D， et al. Post-coital vaginal sampling with nylon flocked swabs improves DNA typing[J]. Forensic Sci Int Genet，2010，4（2）：115-121. doi：10.1016/j.fsigen.2009.07.003 .
[32]	DALEY P， CASTRICIANO S， CHERNESKY M， et al. Comparison of flocked and rayon swabs for collection of respiratory epithelial cells from uninfected volunteers and symptomatic patients[J]. J Clin Microbiol，2006，44（6）：2265-2267. doi：10.1128/JCM.02055-05 .
[33]	PLAZA D T， MEALY J L， LANE J N， et al. Nondestructive biological evidence collection with alternative swabs and adhesive lifters[J]. J Forensic Sci，2016，61（2）：485-488. doi： 10.1111/1556-4029.12980 .
[34]	VERDON T J， MITCHELL R J， VAN OORSCHOT R A H. Evaluation of tapelifting as a collection method for touch DNA[J]. Forensic Sci Int Genet，2014，8（1）：179-186. doi：10.1016/j.fsigen.2013.09.005 .
[35]	VANDEWOESTYNE M， VAN HOOFSTAT D， FRANSSEN A， et al. Presence and potential of cell free DNA in different types of forensic samples[J]. Forensic Sci Int Genet，2013，7（2）：316-320. doi：10.1016/j.fsigen.2012.12.005 .
[36]	CAVANAUGH S E， BATHRICK A S. Direct PCR amplification of forensic touch and other challenging DNA samples： A review[J]. Forensic Sci Int Genet，2018，32：40-49. doi：10.1016/j.fsigen.2017.10.005 .
[37]	杨电，陈俊璋，李越. 擦拭直扩法和粘取磁珠法检测衣物脱落细胞DNA的比较[J].法医学杂志，2017，33（5）：538-539. doi：10.3969/j.issn.1004-5619.2017.05.020 .
	YANG D， CHEN J Z， LI Y. Comparison of swab direct amplification method and sticking magnetic beads method for detecting DNA from exfoliated cells attached to clothing[J]. Fayixue Zazhi，2017，33（5）：538-539.

样本采集方式	DNA提取方法	DNA质量浓度/（ng·μL^-1）	基因座检出率/%	STR分型准确率/%
直接剪取	磁珠法	7.70±4.27	100.00	100.00
直接剪取	过柱法	4.94±1.87	100.00	100.00
直接剪取	Chelex法	6.70±4.75	100.00	100.00
棉签擦拭	磁珠法	4.66±2.44	100.00	100.00
棉签擦拭	过柱法	2.15±2.14^1）	92.73±12.89^1）	88.64±13.93^1）
棉签擦拭	Chelex法	2.26±1.46^1）	100.00	98.18±3.83
植绒拭子擦拭	磁珠法	4.60±4.55	100.00	99.55±1.44
植绒拭子擦拭	过柱法	0.83±0.79^1）	63.64±37.54^1）2）	42.73±38.52^1）2）
植绒拭子擦拭	Chelex法	1.07±0.62^1）	91.36±5.55^1）2）	81.82±12.31^1）2）

样本采集方式	DNA提取方法	DNA质量浓度/（ng·μL^-1）	基因座检出率/%	STR分型准确率/%
直接剪取	磁珠法	7.70±4.27	100.00	100.00
直接剪取	过柱法	4.94±1.87	100.00	100.00
直接剪取	Chelex法	6.70±4.75	100.00	100.00
棉签擦拭	磁珠法	4.66±2.44	100.00	100.00
棉签擦拭	过柱法	2.15±2.14^1）	92.73±12.89^1）	88.64±13.93^1）
棉签擦拭	Chelex法	2.26±1.46^1）	100.00	98.18±3.83
植绒拭子擦拭	磁珠法	4.60±4.55	100.00	99.55±1.44
植绒拭子擦拭	过柱法	0.83±0.79^1）	63.64±37.54^1）2）	42.73±38.52^1）2）
植绒拭子擦拭	Chelex法	1.07±0.62^1）	91.36±5.55^1）2）	81.82±12.31^1）2）

放置条件	放置时间	DNA质量浓度/（ng·μL^-1）	基因座检出率/%	STR分型准确率/%
室温/紫外辐射	0 d/0 h	4.38±2.64^1）	100.00^1）	100.00^1）
25 ℃/50%RH	7 d	4.79±3.58^1）	100.00^1）	99.55±1.44^1）
35 ℃/35%RH	7 d	6.84±3.41^1）2）	100.00^1）	100.00^1）
35 ℃/50%RH	7 d	5.51±4.04^1）	100.00^1）	100.00^1）
55 ℃/50%RH	10 d	5.09±3.45^1）	100.00^1）	100.00^1）
55 ℃/50%RH	25 d	3.27±2.57	100.00^1）	98.18±3.83^1）
55 ℃/50%RH	35 d	1.39±1.28	92.73±12.89	81.82±12.31
紫外辐射	12 h	0.94±1.30^3）	81.84±24.21	55.46±34.31
紫外辐射	24 h	0.12±0.08^3）	47.26±13.36^3）	11.82±12.75^3）

放置条件	放置时间	DNA质量浓度/（ng·μL^-1）	基因座检出率/%	STR分型准确率/%
室温/紫外辐射	0 d/0 h	4.38±2.64^1）	100.00^1）	100.00^1）
25 ℃/50%RH	7 d	4.79±3.58^1）	100.00^1）	99.55±1.44^1）
35 ℃/35%RH	7 d	6.84±3.41^1）2）	100.00^1）	100.00^1）
35 ℃/50%RH	7 d	5.51±4.04^1）	100.00^1）	100.00^1）
55 ℃/50%RH	10 d	5.09±3.45^1）	100.00^1）	100.00^1）
55 ℃/50%RH	25 d	3.27±2.57	100.00^1）	98.18±3.83^1）
55 ℃/50%RH	35 d	1.39±1.28	92.73±12.89	81.82±12.31
紫外辐射	12 h	0.94±1.30^3）	81.84±24.21	55.46±34.31
紫外辐射	24 h	0.12±0.08^3）	47.26±13.36^3）	11.82±12.75^3）

项目	线部	柄部
DNA质量浓度/（ng·μL^-1）	2.89±3.12	0.05±0.04^1）
基因座检出率/%	100.00	92.73±6.89^1）
STR分型准确率/%	100.00	30.91±27.35^1）